Toracocentesis

Also known as: Pleurocentesis

Toracocentesis en caballos

Introducción

La toracocentesis es la técnica que permite la extracción de líquido (derrame) o aire acumulados en el espacio pleural y que interfieren en la correcta función respiratoria. Para ello se requiere el uso de un catéter o cánula introducidos percutáneamente en la cavidad torácica y hacia el espacio pleural. La toracocentesis, en situaciones de derrame pleural, constituye una herramienta de gran valor diagnóstico y terapéutico.

Cuando los datos obtenidos a la auscultación y percusión nos sugieran la presencia de derrame pleural, la punción en tórax tendrá varios objetivos: 1) Confirmar la presencia del derrame; 2) Aportar muestras para el análisis laboratorial con el que poder obtener información acerca de su etiología y el plan terapéutico a adoptar; y 3) Aliviar la presión causada por la presencia del derrame y que, indudablemente afecta a la función respiratoria.

En ocasiones, al realizar la punción, el animal muestra signos de malestar cuando se le retiran grandes cantidades de derrame. Esto es así por el efecto compensatorio que su presencia ha causado sobre la función pulmonar durante el tiempo de permanencia. A pesar de ello, la toracocentesis mitigará la disnea existente al liberar al espacio pleural del material contenido en él. La colocación de drenajes torácicos tras la punción puede ser necesario, cuando las cantidades de líquido sean elevadas o se sospeche de neoplasia.

Material necesario

• Buena sujección mediante potro o torcedor. Suele ser necesaria la sedación, en caso de intranquilidad. Vigilar no obstante la función respiratoria.
• Peladoras y material necesario para realizar la limpieza y desinfección quirúrgica de la zona (torundas, gasas, povidona yodada, clorhexidina, etc.)
• Écógrafo (si se dispone) para realizar la punción eco-guiada
• Anestésico local y jeringa de 3 cm y calibre 23G
• Guantes estériles
• Aguja de bisturí
• Cánula intramamaria metálica estéril (6-10 cm de longitud) o catéter urinario metálico (26 cm). Las posibles laceraciones del pulmón son menos frecuentes si se emplean cánulas de punta roma.
• Llave de 3 vías y tubos de toracocentesis y drenaje (equipo infusor)
• Tubos para recogida de muestras: 1) Tubo con EDTA; 2) Tubo sin anticoagulante; y 3) Viales estériles para cultivos bacterianos (hisopos, placas de petri, etc.)

Metodología

El lugar apropiado para la punción se establece teniendo en cuenta algunas referencias anatómicas: 7-8 espacio intercostal por el lado izquierdo, o 6-7 espacio intercostal por el lado derecho. A qué altura lo haremos dependerá de si el espacio pleural contiene aire o líquido; ello determinará diferencias en la percusión del campo pulmonar. Cuando hay aire (neumotórax) éste acumula en la zona dorsal y notaremos un sonido hipersonoro; por el contrario si hay líquido, éste se acumulará en las zonas ventrales y obtendremos una línea/zona de matidez. Una vez fijado el espacio y la altura, hay que tener en cuenta que los vasos y nervios discurren por el borde caudal de cada costilla, por lo cual la punción deberá realizarse en el borde craneal de la costilla para evitar el daño de las estructuras antes mencionadas.

Cuando se detecte la presencia de derrame bilateral, es interesante realizar la punción an ambos lados (en los caballos sanos suele existir comunicación de ambos hemitórax, sin embargo en casos de pleuroneumonía esta comunicación puede desaparecer y por lo tanto podemos tener 2 líquidos con diferentes características, Aguilera et al., 2009). Para una identificación más precisa del punto de punción puede emplearse el ecógrafo.

Una vez el animal sujeto (sedado en caso de necesidad), y la zona de punción desinfectada y acondicionada quirúrgicamente, se aplica anestesia local y que abarque la zona subcutánea, musculatura intercostal y pleura parietal ver Local anaesthetic para lo cual se empleará una aguja de 3 cm y 23 g de calibre. A continuación se realiza una incisión corta y profunda a través de la piel y la fascia en la piel, mediante una aguja de bisturí. Previamente, y con los guantes estériles habremos acoplado a la cánula o catéter la llave de tres vías o el tubo de drenaje con el extremo pinzado para evitar un neumotórax si hay presión negativa en la cavidad torácica. Se inserta la cánula en la incisión y se presiona de forma moderada para que avance a través del músculo intercostal. Se percibe una pérdida repentina de tensión cuando entra en el espacio pleural, tras superar la pleura parietal. Este proceso puede ser muy molesto para el animal en caso de que la anestesia local no haya sido buena. Una vez dentro de la cavidad, se acopla una jeringa a la llave de tres vías o al tubo. Si existe derrame se obtendrá líquido al aspirar. Si sale líquido espontáneamente puede recogerse en un cubo. Suele ser necesario rotar o redirigir la cánula. El tubo o la llave de tres vías debe mantenerse cerrado cuando no se evacúe líquido para evitar la entrada de aire y el neumotórax yatrogénico. Cuando ya no se obtenga más líquido se sutura alrededor de la cánula con puntos en bolsa de tabaco y se cierra con nudo mientras se retira la cánula. Si se ha obtenido un líquido séptico, es recomendable aplicar antibioterapia en el interior y periferia de la incisión, vendando la herida.

Complicaciones

Neumotórax yatrogénico (ver pneumothorax). Hemotórax, por punción de una vena o arteria de gran tamaño al insertar la cánula. Se evita penetrando siempre por el borde craneal de las costillas. Arritmias cardíacas, por punción accidental del corazón. Se evita no puncionando en el área craneal/ventral del tórax o usando punción eco-guiada. Hipovolemia, por extracción de grandes volúmenes de líquido (10-20 litros) y de forma muy rápida. Se minimiza con fluidoterapia.

Análisis del derrame pleural

Ayuda a determinar la causa del proceso que ha conducido al derrame así como a establecer el plan terapéutico. En condiciones normales el líquido pleural es escaso (1-2 ml), de color ambarino, bajo contenido celular (< 5.000 células nucleadas/microL) y proteico (<2.5 g/dL)

Cambios en la coloración (amarillo, rojizo, lechoso), en el contenido celular (>10.000 células nucleadas/L) o proteico (>3.5 d/dL) han de considerarse siempre hallazgos patológicos.

Toracocentesis en pequeños animales

Introducción

Como en grandes animales, la toracocentesis es un procedimiento con valor diagnóstico y terapéutico.

Cuando la historia clínica del animal muestre signos, mediante la auscultación y percusión, de que el espacio pleural está ocupado, la punción en tórax ayudará a confirmarlo, y en caso de derrame proporcionará una muestra para su análisis. Cuando exista duda, y siempre que el animal no presente un cuadro disneico severo, la radiología (mínimo dos proyecciones -lateral y dorsoventral-) o la ecografía pueden servir de ayuda. En situaciones de disnea, la inestabilidad del individuo y su propia ansiedad, no hacen viable este tipo de exploraciones, siendo necesario actuar con rapidez. Para ellos está indicado en primer lugar realizar la toracocentesis y aplicar oxigenoterapia; esto les ayuda a liberar presión y a calmarlos, mejorando los signos clínicos.

Material

• Peladoras y material necesario para realizar la limpieza y desinfección quirúrgica de la zona (torundas, gasas, povidona yodada, clorhexidina, etc.)
• Ecógrafo (si se dispone) para hacer una punción eco-guiada
• Guantes estériles
• Aguja palometa con catéter incorporado, o en su defecto, una aguja estéril (del menor calibre posible) al que podamos incorporar un tubo de drenaje estéril.
• Jeringa estéril de 20 mL.
• Si sospechamos de la existencia de grandes volúmenes en el espacio pleural, puede ser recomendable disponer de una llave de 3 vías; de esta manera podremos extraer más de una jeringa de forma segura y manteniendo el sistema cerrado.
• Material de recogida de muestras: 1) Tubo con EDTA; 2) Tubo sin anticoagulante; y 3) Viales estériles para cultivos bacterianos (hisopos, placas de petri, etc.)

No se recomienda la sedación, especialmente si el animal está disneico (no obstante se han descrito situaciones en las que el animal ha tenido que ser sedado ante el grado de excitación y estrés presente). Si se recomienda que el animal, previo a la punción, se coloque unos minutos en una cámara de oxígeno, con el fin mejorar su capacidad ventilatoria.

Lo que es importante es un buen manejo y sujección del animal, desarrollando el procedimiento en un ambiente lo más tranquilo posible.

Metodología

El lugar de elección es el espacio comprendido entre el 7 y 8 espacio intercostal. En caso de sospechar la presencia de derrame (que se puede confirmar por la presencia de una linea de matidez a la percusión), deberemos de insertar la aguja en el tercio más ventral del tórax. En caso de sospechar de neumotórax (sonido hipersonoro a la percusión), la aguja se insertará en el tercio más dorsal. Puede ser necesario en empleo de anestesis local.

Tras rasurar y desinfectar la zona de trabajo se introduce la aguja lentamente con un angulo de 45 grados (con el fin de crear un efecto sellado), por el borde craneal de la costilla implicada para evitar los vasos y nervios que circulan por el borde caudal de la costilla adyacente. Una vez introducida la hacemos avanzar hacia el espacio pleural y aspiramos líquido mientras avanzamos con la aguja con el bisel de la misma mirando hacia dentro, al tiempo que ésta se orientar hacia la pared costal para evitar cualquier laceración en la superficie pulmonar. Aspiramos con suavidad el fluido. Si no obtenemos nada al primer intento pero el cuadro sugiere una derrame pleural/neumotórax, debemos volver a realizar la toracocentesis en otras localizaciones.

La extracción del derrame/aire debería suponer una mejora en la sintomatología del animal.

Complicaciones

Desarrollo de un neumotórax yatrogénico. Ver pneumothorax

Análisis del líquido pleural

El análisis laboratorial de una muestra del derrame nos permitirá determinar la causa del mismo, así como desarrollar el plan terapéutico más adecuado. Antes de abordar los análisis más adecuados, hemos de tener en cuenta los tipos de derrame que nos podemos encontrar en el espacio pleural:

1. Exudado
2. Trasudado Modificado
3. Trasudado
4. Derrames opacos: Quilo o Sangre

En base a esta clasificación, los parámetros físico-químicos a determinar serán: COLOR-pH-CANTIDAD DE PROTEINAS-CONTAJE CELULAR-CITOLOGÍA (evaluación de la forma celular predominante). Otros análisis laboratoriales diferenciadores serán las determinaciones de colesterol o triglicéridos en la muestra (cuando estemos ante un quilotórax). El análisis microbiológico aportará información acerca de la existencia de una etiología infecciosa. Los resultados del análisis nos darán idea del pronóstico. En gatos suele ser generalmente pobre para todas las situaciones a excepción del exudado.

1. COLOR: Un líquido contenido en una cavidad serosa es de aspecto claro o ligeramente opalescente. La presencia de células, bacterias, fibrina o lípidos incrementará la turbidez de la muestra. Un color rojizo puede ser debido a una hemorragia yatrogénica (por la centesis) o patológica. Una coloración blanquecina sugerirá la presencia de linfa.

2. pH: El pH de un líquido pleural normal es igual o superior al del pH de la sangre. Cuando encontremos rangos ácidos, nos estará indicando un desorden inflamatorio. Si se encuentra en rangos alcalinos nos orienta hacia neoplasias o hemorragias.

3. CANTIDAD DE PROTEINAS. La concentración de proteínas en un líquido seroso es baja (menos de 2.5 g/dL). En casos de trasudado (hidrotórax), el derrame será pobre en proteínas (<2.5 g/dL); en casos de exudado (piotórax) la concentración será mayor de 3 g/dL. Para los trasudados modificados la concentración se sitúa entre 2.5 y 7 g/dL.

4. CONTAJE CELULAR. Un líquido seroso normal tiene baja celularidad (<5.000 céls/microL). Contajes entre 5.000 y 10.000 céls/ microL pueden o nor ser normal (habrá que tener en cuenta otros hallazgos clínicos). Contajes superiores a 10.000 céls/microL indican claramente inflamación.

5. ANALISIS CITOLOGICO. Observar el tipo celular predominante nos va a aportar información muy valiosa. Las células más frecuentes en los derrames pleurales son las mesoteliales y los neutrófilos. Otras poblaciones menos frecuentes son linfocitos y eosinófilos. Las células MESOTELIALES son redondas u ovales; cuando existe un derrame experimentan modificaciones en la forma y tamaño y que las pueden confundir con células tumorales. Por otro lado, la observación de los NEUTROFILOS, población predominante en los exudados, ayuda a diferenciar si éste es séptico o no-séptico. Un exudado séptico presentará degeneración de neutrófilos, dándoles una apariencia extraña por acción de las toxinas bacterianas. Un exudado no-séptico mostrará neutrófilos de apariencia normal.

El diagnóstico diferencial para el diagnóstico de los derrames pleurales incluyen:

• Hipertensión portal
• Fallo cardíaco congestivo (más frecuente en gato)
• Peritonitis infecciosa felina (PIF)
• Traumatismos torácicos
• Hernias diafragmáticas
• Torsión de un lóbulo pulmonar
• Hipoproteinemias severas (de origen hepático, intestinal o renal)
• Neoplasias (carcinomas pulmonares o bronquiales, leucemia felina...)

References

http://www.veterinaria.org/revistas/redvet - http://revista.veterinaria.org

Adamantos, S (2011) Feline Respiratory Emergencies RVC Emergency Medicine and Critical Care Elective, Royal Veterinary College

Mair, TS & Divers, TJ (1997) Self-Assessment Colour Review Equine Internal Medicine Manson Publishing Ltd

Orsini, JA; Divers, T.J. (2008) Equine emergencies. Treatment and procedures. 3rd. ed. Saunders Elsevier

RVC staff (2009) Respiratory System RVC Intergrated BVetMed Course, Royal Veterinary College

Rutgers, C H (1989) Thoracocentisis in the dog and cat In Practice 1989 11: 14-1

Copas, V (2011) Diagnosis and treatment of equine pleuropneumonia In Practice 2011;33:155-162

RVC staff (2011) A logical approach to clinical problem solving RVC Feline Medicine Elective, Royal Veterinary College

Toracocentesis Entorno de Enseñanza Virtual
Flashcards Comprobar tus conocimientos utilizando preguntas de tipo Flashcard	Equine Internal Medicine Q&A 18 Equine Internal Medicine Q&A 19 Cytology Q&A 03 Small Animal Emergency and Critical Care Medicine Q&A 03