Toracocentesis

Also known as: Pleurocentesis

Toracocentesis en caballos

Introducción

La toracocentesis es la técnica que permite la extracción de líquido (derrame) o aire acumulados en el espacio pleural y que interfieren en la correcta función respiratoria. Para ello se requiere el uso de un catéter o cánula introducidos percutáneamente en la cavidad torácica y hacia el espacio pleural. La toracocentesis, en situaciones de derrame pleural, constituye una herramienta de gran valor diagnóstico y terapéutico.

Cuando los datos obtenidos a la auscultación y percusión nos sugieran la presencia de derrame pleural, la punción en tórax tendrá varios objetivos: 1) Confirmar la presencia del derrame; 2) Aportar muestras para el análisis laboratorial con el que poder obtener información acerca de su etiología y el plan terapéutico a adoptar; y 3) Aliviar la presión causada por la presencia del derrame y que, indudablemente afecta a la función respiratoria.

En ocasiones, al realizar la punción, el animal muestra signos de malestar cuando se le retiran grandes cantidades de derrame. Esto es así por el efecto compensatorio que su presencia ha causado sobre la función pulmonar durante el tiempo de permanencia. A pesar de ello, la toracocentesis mitigará la disnea existente al liberar al espacio pleural del material contenido en él. La colocación de drenajes torácicos tras la punción puede ser necesario, cuando las cantidades de líquido sean elevadas o se sospeche de neoplasia.

Material necesario

• Buena sujección mediante potro o torcedor. Suele ser necesaria la sedación, en caso de intranquilidad. Vigilar no obstante la función respiratoria.
• Peladoras y material necesario para realizar la limpieza y desinfección quirúrgica de la zona (torundas, gasas, povidona yodada, clorhexidina, etc.)
• Écógrafo (si se dispone) para realizar la punción eco-guiada
• Anestésico local y jeringa de 3 cm y calibre 23G
• Guantes estériles
• Aguja de bisturí
• Cánula intramamaria metálica estéril (6-10 cm de longitud) o catéter urinario metálico (26 cm). Las posibles laceraciones del pulmón son menos frecuentes si se emplean cánulas de punta roma.
• Llave de 3 vías y tubos de toracocentesis y drenaje (equipo infusor)
• Tubos para recogida de muestras: 1) Tubo con EDTA; 2) Tubo sin anticoagulante; y 3) Viales estériles para cultivos bacterianos (hisopos, placas de petri, etc.)

Metodología

El lugar apropiado para la punción se establece teniendo en cuenta algunas referencias anatómicas: 7-8 espacio intercostal por el lado izquierdo, o 6-7 espacio intercostal por el lado derecho. A qué altura lo haremos dependerá de si el espacio pleural contiene aire o líquido; ello determinará diferencias en la percusión del campo pulmonar. Cuando hay aire (neumotórax) éste acumula en la zona dorsal y notaremos un sonido hipersonoro; por el contrario si hay líquido, éste se acumulará en las zonas ventrales y obtendremos una línea/zona de matidez. Una vez fijado el espacio y la altura, hay que tener en cuenta que los vasos y nervios discurren por el borde caudal de cada costilla, por lo cual la punción deberá realizarse en el borde craneal de la costilla para evitar el daño de las estructuras antes mencionadas.

Cuando se detecte la presencia de derrame bilateral, es interesante realizar la punción an ambos lados (en los caballos sanos suele existir comunicación de ambos hemitórax, sin embargo en casos de pleuroneumonía esta comunicación puede desaparecer y por lo tanto podemos tener 2 líquidos con diferentes características, Aguilera et al., 2009). Para una identificación más precisa del punto de punción puede emplearse el ecógrafo.

Una vez el animal sujeto (sedado en caso de necesidad), y la zona de punción desinfectada y acondicionada quirúrgicamente, se aplica anestesia local y que abarque la zona subcutánea, musculatura intercostal y pleura parietal ver Local anaesthetic para lo cual se empleará una aguja de 3 cm y 23 g de calibre. A continuación se realiza una incisión corta y profunda a través de la piel y la fascia en la piel, mediante una aguja de bisturí. Previamente, y con los guantes estériles habremos acoplado a la cánula o catéter la llave de tres vías o el tubo de drenaje con el extremo pinzado para evitar un neumotórax si hay presión negativa en la cavidad torácica. Se inserta la cánula en la incisión y se presiona de forma moderada para que avance a través del músculo intercostal. Se percibe una pérdida repentina de tensión cuando entra en el espacio pleural, tras superar la pleura parietal. Este proceso puede ser muy molesto para el animal en caso de que la anestesia local no haya sido buena. Una vez dentro de la cavidad, se acopla una jeringa a la llave de tres vías o al tubo. Si existe derrame se obtendrá líquido al aspirar. Si sale líquido espontáneamente puede recogerse en un cubo. Suele ser necesario rotar o redirigir la cánula. El tubo o la llave de tres vías debe mantenerse cerrado cuando no se evacúe líquido para evitar la entrada de aire y el neumotórax yatrogénico. Cuando ya no se obtenga más líquido se sutura alrededor de la cánula con puntos en bolsa de tabaco y se cierra con nudo mientras se retira la cánula. Si se ha obtenido un líquido séptico, es recomendable aplicar antibioterapia en el interior y periferia de la incisión, vendando la herida.

Complicaciones

Neumotórax yatrogénico (ver pneumothorax). Hemotórax, por punción de una vena o arteria de gran tamaño al insertar la cánula. Se evita penetrando siempre por el borde craneal de las costillas. Arritmias cardíacas, por punción accidental del corazón. Se evita no puncionando en el área craneal/ventral del tórax o usando punción eco-guiada. Hipovolemia, por extracción de grandes volúmenes de líquido (10-20 litros) y de forma muy rápida. Se minimiza con fluidoterapia.

Análisis del derrame pleural

Ayuda a determinar la causa del proceso que ha conducido al derrame así como a establecer el plan terapéutico. En condiciones normales el líquido pleural es escaso (1-2 ml), de color ambarino, bajo contenido celular (< 5.000 células nucleadas/microL) y proteico (<2.5 g/dL)

Cambios en la coloración (amarillo, rojizo, lechoso), en el contenido celular (>10.000 células nucleadas/L) o proteico (>3.5 d/dL) han de considerarse siempre hallazgos patológicos.

Toracocentesis en pequeños animales

Introducción

Como en grandes animales, la toracocentesis es un procedimiento con valor diagnóstico y terapéutico.

Cuando la historia clínica del animal muestre signos, mediante la auscultación y percusión, de que el espacio pleural está ocupado, la punción en tórax ayudará a confirmarlo, y en caso de derrame proporcionará una muestra para su análisis. Cuando exista duda, y siempre que el animal no presente un cuadro disneico severo, la radiología (mínimo dos proyecciones -lateral y dorsoventral-) o la ecografía pueden servir de ayuda. En situaciones de disnea, la inestabilidad del individuo y su propia ansiedad, no hacen viable este tipo de exploraciones, siendo necesario actuar con rapidez. Para ellos está indicado en primer lugar realizar la toracocentesis y aplicar oxigenoterapia; esto les ayuda a liberar presión y a calmarlos, mejorando los signos clínicos.

Material

• Peladoras y material necesario para realizar la limpieza y desinfección quirúrgica de la zona (torundas, gasas, povidona yodada, clorhexidina, etc.)
• Ecógrafo (si se dispone) para hacer una punción eco-guiada
• Guantes estériles
• Aguja palometa con catéter incorporado, o en su defecto, una aguja estéril (del menor calibre posible) al que podamos incorporar un tubo de drenaje estéril.
• Jeringa estéril de 20 mL.
• Si sospechamos de la existencia de grandes volúmenes en el espacio pleural, puede ser recomendable disponer de una llave de 3 vías; de esta manera podremos extraer más de una jeringa de forma segura y manteniendo el sistema cerrado.
• Material de recogida de muestras: 1) Tubo con EDTA; 2) Tubo sin anticoagulante; y 3) Viales estériles para cultivos bacterianos (hisopos, placas de petri, etc.)

No se recomienda la sedación, especialmente si el animal está disneico (no obstante se han descrito situaciones en las que el animal ha tenido que ser sedado ante el grado de excitación y estrés presente). Si se recomienda que el animal, previo a la punción, se coloque unos minutos en una cámara de oxígeno, con el fin mejorar su capacidad ventilatoria.

Lo que es importante es un buen manejo y sujección del animal, desarrollando el procedimiento en un ambiente lo más tranquilo posible.

Metodología

El lugar de elección es el espacio comprendido entre el 7 y 8 espacio intercostal. En caso de sospechar la presencia de derrame (que se puede confirmar por la presencia de una linea de matidez a la percusión), deberemos de insertar la aguja en el tercio más ventral del tórax. En caso de sospechar de neumotórax (sonido hipersonoro a la percusión), la aguja se insertará en el tercio más dorsal. Puede ser necesario en empleo de anestesis local.

Tras rasurar y desinfectar la zona de trabajo (siempre bilateral) se introduce la aguja lentamente con un angulo de 45 grados, por el borde craneal de la costilla implicada para evitar los vasos y nervios que circulan por el borde caudal de la costilla adyacente. Una vez introducida la hacemos avanzar hacia el espacio pleural.

Clip and scrub a generous area around the 7-8th rib space on both sides of the chest. Advance the needle slowly at a 45 degree angle in the middle of the 7th or 8th intercostal space into the pleural space. A small amount of negative pressure should be applied as the needle passes through the thoracic wall. The needle should be angled downward, parallel to the body wall. The fluid or air should then be aspirated. The needle may need redirecting to access pockets of fluid.

Up to 100mls of fluid per side can be expected in the cat. Removal of fluid should see an improvement in clinical signs.

Complications

Iatrogenic pneumothorax

Pleural Fluid Analysis

Analysis of the pleural fluid may in turn help you to determine the underlying disease process and develop a therapeutic plan. The following can be analysed: cytology, total cell count, differential cell count, total protein, bacterial culture ans sensitivity, gram stain and triglyceride and cholesterol levels (if chylothorax is suspected).

The types of fluid that may cause pleural space disease are:

1. Exudate
2. Modified Transudate
3. Transudate
4. Chyle

These can be identified by the protein and cellular content of the sample.

The fluid can give an indication of prognosis; in the cat prognosis is generally poor for all diagnoses except pyothorax (an exudate with degenerate neutrophils and intracellular bacteria). Therefore it is often useful to perform in-house cytology to give a preliminary diagnosis, which allows the owners to make an informed decision before proceeding with further treatment. Differential diagnosis in the cat include congestive heart failure, FIP, pyothorax, neoplasia, haemothorax and chylothorax. It should be noted that any pleural effusion may produce bizarre mesothelial cells which could be mistaken for neoplastic cells.

References

http://www.veterinaria.org/revistas/redvet - http://revista.veterinaria.org

Adamantos, S (2011) Feline Respiratory Emergencies RVC Emergency Medicine and Critical Care Elective, Royal Veterinary College

Mair, TS & Divers, TJ (1997) Self-Assessment Colour Review Equine Internal Medicine Manson Publishing Ltd

Orsini, JA; Divers, T.J. (2008) Equine emergencies. Treatment and procedures. 3rd. ed. Saunders Elsevier

RVC staff (2009) Respiratory System RVC Intergrated BVetMed Course, Royal Veterinary College

Rutgers, C H (1989) Thoracocentisis in the dog and cat In Practice 1989 11: 14-1

Copas, V (2011) Diagnosis and treatment of equine pleuropneumonia In Practice 2011;33:155-162

RVC staff (2011) A logical approach to clinical problem solving RVC Feline Medicine Elective, Royal Veterinary College

Toracocentesis Entorno de Enseñanza Virtual
Flashcards Comprobar tus conocimientos utilizando preguntas de tipo Flashcard	Equine Internal Medicine Q&A 18 Equine Internal Medicine Q&A 19 Cytology Q&A 03 Small Animal Emergency and Critical Care Medicine Q&A 03